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[病历讨论] 输卵管模型腹腔镜子宫移植及自体移植术

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发表在  2019-9-25 00:01:10  | 显示全部楼层 | 阅读模式

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概要
目前,子宫移植(UTx)是不孕妇女的临床选择。在过去的三十年中,通过微创妇科手术治疗良性或恶性妇科疾病已得到改善,提供了优于传统开放手术的显著优点。本研究探讨了用于腹腔镜活体供体卵巢子宫切除术和羊模型移植采集的方法。使用显微外科手术,在子宫灌注后自体移植10个移植物。端端吻合技术用于近似静脉和动脉。手术后2个月进行随访,术后研究包括超声扫描,宫腔镜诊断,血管造影和腹腔镜探查。所有移植手术均完成,无并发症。在血管吻合术后,在所有动物中完成组织的完全再灌注,而不确认动脉或静脉血栓形成。血管造影探查未显示不同检查时间之间动脉直径的任何统计学显著差异。在子宫移植后3个月,所有动物都接受了辅助生殖技术。在移植后4,8和12个月观察到显露子宫动脉。移植后6个月,6只羊(60%)怀有辅助生殖方法。作者注意到移植组的非怀孕动物的子宫颈样本的纤维化程度增加。腹腔镜手术可以是子宫移植期间子宫取出程序的有利方法。但是,需要更大的样本大小的报告才能完成此路线的验证,标准化和更广泛的使用。

主题词:不孕症,临床前研究,转化研究

介绍
尽管生殖医学在过去的几十年中有了很大的改善,但是对于功能失调或缺乏子宫的女性来说,没有治疗方法。女性的绝对子宫因素不孕症(AUFI)没有其他选择作为母亲,而是收养或代孕。但是,许多国家目前禁止使用最后一种程序1。

子宫移植虽然仍处于早期阶段,但已有可能成为AUFI的第一个真正的治疗选择。自2014年以来,在子宫移植后出生了11名儿童2-4。这些出生是由Brännstroms博士团队在瑞典进行的来自活体捐献者子宫的子宫移植临床试验的成功结果。

从活体供体获得子宫既具有促成成功手术的优点,又具有供体的缺点,因为在检索过程中,活体供体暴露于手术并发症的风险中。手术时间长意味着麻醉风险和更高的时间相关并发症6。据了解,手术中最耗时的部分是子宫血管难以手术隔离,特别是静脉1。

子宫移植技术的进一步发展可能会降低手术并发症的可能性,而腹腔镜或机器人辅助手术等新的微创技术可以帮助减少供体移植物采购的并发症[1,7]。

腹腔镜手术逐渐被认为是恶性和良性疾病手术治疗的标准,导致手术技术的永久演变。就结果而言,腹腔镜辅助手术与开放手术相比具有几个优点。一个是视频放大,为外科医生提供更好的器官及其近端血管的暴露。这允许更准确和轻柔的运动,以在解剖和手术期间保护这些结构8。此外,整体皮肤和肌肉创伤减少,这意味着术后疼痛减少,住院时间缩短,恢复期更快9。

在器官移植手术中,需要扩大切口尺寸以便进行器官的取出,但不能像开放手术那样多,而不是丧失之前提到的所有优点8。在其他情况下,腹腔镜和机器人阴道方法已被描述为在活体供体患者中常规腹腔镜肾切除术或子宫取出的可能替代方法10,11。微创手术的另一个优点是感染率降低,因为与传统手术相比,有机组织长时间不暴露于室内空气。

虽然子宫移植已在实验条件下得到证实,并在26名患者中进行了5,7,12-15,但在进行其他人类病例之前还需要进一步的发展。例如,为了在活体供体中采用腹腔镜方法来获取移植物,需要在腹腔镜手术中获得足够的经验以及有利的解剖学。

不同的阶段需要不同的模型来开发新的手术技术。在器官移植中,诸如自体或同源模型的非排斥模型允许在没有免疫抑制障碍的情况下评估手术技术16。这就是为什么作者选择自体模型的原因,其中子宫被移除并重新移植到同一动物中。

本研究的目的是使用腹腔镜和显微外科技术评估绵羊模型用于子宫自体移植的可行性和安全性。

方法
动物和实验设计
微创外科中心动物福利伦理委员会批准了所有初步协议,完全遵守当地政府(Junta de Extremadura)和欧盟指令(2010/63 / EU)关于实验室利用的建议。用于科学目的的动物以及西班牙法律(RD 53/2013),ARRIVE规则和护理和使用指南17。

本研究共使用体重为40-50kg的15只雌性家养绵羊(Ovis orientalis aries)。所有2至2岁的母羊在生命中至少怀孕过一次。绵羊以五人一组的形式饲养,并且他们每天随意给予水和标准饮食方案一次。术前进行了基本的物理和血液学检查(全血细胞计数,生化分析),在进行医疗程序之前报告动物处于良好状态。将其禁食过夜禁食24小时,但在手术前4-6小时允许自由进水。

将这些动物任意分成两组; 5只非移植母羊的对照组(CG)和10只个体的自体移植组(AG)。

麻醉和监测
在手术前5分钟预氧合后,动物接受静脉注射(IV)异丙酚6mg / kg(异丙酚Sandoz 10mg / ml;SandozFarmacéuticaS.A.,Madrid,Spain)。带套囊的气管插管I.D.没有。使用9毫米插管气管,通过闭合循环麻醉呼吸系统(Maquet Flow-i,Maquet Critical Care AB,Solna,Sweden)进行机械通气,使肺保持正常,导致14次呼吸/分钟呼吸频率。为了麻醉维持,所有动物在氧气中以1.4最小肺泡浓度(MAC)(EtSEV = 3.7%)接受七氟醚(Sevorane; Abbott Laboratories,Madrid,Spain)(新鲜气体流量1升/分钟,FiO 2 = 0.5)。

酮咯酸1mg / kg(Ketorolaco trometamol Normon 30mg / ml,Madrid,Spain)和丁丙诺啡0.01mg / kg(Bupaq Multidose 0.3mg / ml; Richter Pharma AG,Wels,Austria)用于外科镇痛和液体治疗,静脉内盐水维持在2ml / kg / h。在整个过程中监测呼吸和心率,FiO2,EtCO2,脉冲血氧测量,潮气量,吸入和呼出麻醉以及气道峰值压力。

基线血管造影
在手术当天,动物接受了子宫动脉的选择性基底血管造影。在全身麻醉下,将母羊固定在血管造影台上的躺卧位置,肢体在头部和尾部延伸。制备腹部和裆部区域并以无菌方式覆盖。使用改良的Seldinger方法建立任一侧的股动脉通路。用穿刺针(Entry Needle 18g×2-3 / 4,AngioDynamics,New York,United States)穿孔股动脉(右或左)进一步穿过用手术刀刀片(No.11)制成的切口。腹股沟韧带尾部1厘米。在看到动脉血从针返回后,立即将5Fr导引器护套(Check-flo; William Cook Europe,Bjaeverskov,Denmark)的导丝插入股动脉。取出针,同时将导丝保持在股动脉中。将具有扩张器的5Fr护套置于导丝上方的动脉中,然后拉出扩张器和导丝,使护套保持在适当位置。

使用荧光镜引导(BV Pulsera,Philips Healthcare,Best,Netherlands),5Fr选择性导管(Sos Omni-I,AngioDynamics,纽约,美国)和0.035“导丝(Glidewire®,Terumo Medical,Tokio,Japon) )通过经皮血管插入对侧髂外动脉。在导丝移除后,将血管造影导管转动并推入腹主动脉,其中导管的远端恢复到其原始构型。通过在标准的前后位置手动输注10ml造影剂(76%,Urografin,Bayer Pharma AG,Berlin,Germany)在骨盆中进行全局血管造影,以便证明各自的血管系统。双侧髂外动脉及其内分支。血管造影导管分别特别放置在两侧的髂内动脉中,导管尖端直接颅到子宫动脉起源的部分。通过使用25°-30°的同侧前倾斜投影,用5ml手动注射造影剂进行选择性血管造影。在血管造影术后取出导管和鞘,并通过在穿刺部位手动压缩10分钟获得止血。紧接着,动物准备接受移植手术。

手术技术
子宫移植腹腔镜采购
用Veress针在腹部吹入二氧化碳(气腹膜)。自动吹入器保持腹腔压力为12mmHg(Electronic Endoflator,Karl Storz GmbH,Tüttlingen,Germany)。在距离摄像头端口约9cm的左右腹部,在直接可视化下双侧放置10mm和5mm套管针。在将动物放入特伦德伦堡位置之前,左髂窝中还有另一个5毫米的套管针。

在腹部和生殖道全面检查后,进行腹腔镜全子宫切除术并进行双侧卵巢切除术。首先,使用钝性解剖和电烙术的手法轻轻解剖子宫动脉和子宫卵巢静脉并暴露(图1)。其次,用密封装置(LigasureTM,Medtronic,Minnesota,United States)横切所有三个悬韧带,宽韧带和圆形韧带。然后,用钛夹夹住血管并用腹腔镜剪刀切割。然而,在血管闭塞前5分钟,每小时静脉内给予肝素(第一剂量为100UI,以下为量的一半)直至自体移植完成。最后,使用腹腔镜密封装置横切子宫颈。

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图1
腹腔镜卵巢子宫切除术中的手术步骤。 (A)腹腔镜暴露卵巢和子宫血管。 (B)子宫动脉的腹腔镜隔离。 (C)子宫 - 卵巢静脉的腹腔镜解剖。 (D)腹腔镜切除子宫 - 卵巢静脉。 (E)子宫 - 卵巢静脉在夹子之间分开。 (F)前阴道切开术,用于将子宫从阴道分离。

当整个标本被分离时,光学套管针的切口被拉长以移除移植物。

移植准备
将子宫立即带到后台,将其储存在无菌托盘中并在4℃下用冰冷却。 使用20G I.V.通过每个子宫动脉用冷却的肝素化盐水溶液手动冲洗器官。 导管直到器官变白,从子宫 - 卵巢静脉排出透明液体(图2)。

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图2
移植物准备:用冷却的肝素化盐水溶液手动冲洗。

自体移植手术
为了避免长时间的冷缺血期,开始对患者血管边缘进行预备手术。血管吻合术需要外科显微镜(OPMI®PENTERO®800de ZEISS,Oberkochen,德国)和8/0不可吸收单丝缝合线(Dafilon®,Braun,Aschaffenburg,德国)。使用具有两个连续半切口的端对端双侧吻合技术来对准静脉(图3),而端对端双侧吻合术非连续地用于近似动脉(图4)。一旦完成血管吻合术,通过剥离试验(空的和再填充试验)和子宫的颜色变化(从白色到红色)评估开放性。子宫颈以2/0(Novosyn®,Braun,Aschaffenburg,Germany)缝合线以非连续模式接近阴道,子宫韧带通过简单的缝合线固定到盆腔以避免旋转。最后,关闭腹壁和套管针的切口部位。

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图3
子宫静脉端端吻合术。

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图4
子宫动脉的端到端吻合。

术中出血量,并发症和手术时间(全部夹层),腹腔镜总使用量,冷缺血时间,第一期热缺血(I),第二期热缺血(II),总热缺血(I +) II),以及总手术时间)也被记录。

术后护理和随访
在手术后的晚上用干草喂养动物,接下来的几天用常规饮食喂养。所有动物均接受镇痛药作为术后治疗:丁丙诺啡(0.02 mg / kg / 8 h,2天内)和美洛昔康(0.2 mg / kg / 12 h,5天内);抗生素:恩诺沙星(5-7,5 mg / kg / 24 h,7天内);胃保护剂:硫糖铝(每天1克,每天)和抗凝血剂:乙酰水杨酸(每天1克,每天)。在随访期间进行每日体检,以检测疼痛或感染的症状。生化和血液学分析,血管造影(如前所述),经阴道超声,腹部彩色多普勒超声和阴道镜检查在预定时间点(手术后15天,1个月和2个月)进行,以评估一般健康状况。动物,血管通畅和移植物的活力。此外,手术后一个月也进行了探查性腹腔镜检查。

人工授精和妊娠测定
所有动物都包括在该研究的这个阶段,即自体移植组动物和对照组动物。

手术后3个月,使用黄体酮阴道内海绵(Sincropart®,Ceva Salud Animal,Barcelona,Spain)在14天内刺激母羊。去除海绵的那天,给每只动物施用怀孕母马的血清促性腺激素(PMSG)(Foligon,MSD,New Jersey,United States)以引发排卵。在PMSG注射后55小时完成用新鲜精液进行的宫颈授精。在人工授精后第40天通过腹部超声检查确认存在妊娠。如果绵羊没有怀孕,再次重复发情诱导和授精,最多三次尝试。

怀孕随访和剖腹产分娩
每天进行身体检查以检测任何异常情况。在授精后第40,65,90,115和140天通过腹部超声测量胎儿双顶径(BPD)和肾长度(RL),以监测胎儿生长并验证其与其胎龄一致。此外,还评估了胎儿心跳以确定胎儿的生存能力。

在估计的怀孕第142天,在全身麻醉下,移植和控制的动物都经历了计划的剖腹产(如前所述)。在新生儿中检查生命体征,使用新生儿护理的标准实践进行称重和处理。

验尸分析和组织学
在研究结束时(分娩后2个月),对除羊羔外的所有动物实施安乐死。在之后立即进行死后分析,以寻找腹部粘连或子宫中任何病变或异常组织的证据。对于他们的组织学研究,子宫样本被送到解剖病理学实验室并用浅绿色苏木精,伊红和马森三色染色。

统计分析
值显示为单个值,表示±标准偏差。使用SPSS 15.0 for Windows(SPSS Inc.,Chicago,Illinois)统计软件进行统计分析。为了确定样品的正态分布,进行了Kolmogorov-Smirnov检验。在验证该条件后,应用学生t检验,其统计学显著性为p≤0.05,以进行组间比较。

结果
手术结果
在所有10例中,腹腔镜采购手术均未发生并发症。 平均移植采购时间为112±22.79分钟。 整个手术切口至闭合的中位持续时间为373.44±47.65 min。 中位冷缺血期为59.11±10.62分钟。 热缺血的第一阶段和热缺血的第二阶段的中位数分别为16.78±2.05分钟和105.56±19.29分钟。 总热缺血期的中位时间为122.22±20.22分钟(表1)。

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图5
照片显示血流恢复前(A)和之后(B)的子宫颜色。

手术随访:移植后15天(T1),1个月(T2)和2个月(T3)
在手术后第3天,动物处于良好的健康状况。研究期间的中位直肠温度为39.1±0.4°C(无发热),移植前后消耗的食物和水量相同。

为了评估子宫结构,在手术后2周,1个月和2个月进行顺序经阴道超声检查。在所有移植的母羊中,确定了具有角和卵巢的子宫,并且除了T2处的一只动物外,子宫肌层和子宫内膜信号的强度是正常的。多普勒超声显示任何血管吻合都没有停滞,表明移植物在十分之九的母羊中具有令人满意的再循环。血管造影显示所有动物的所有动脉吻合的通畅性,除了T2的一个动脉吻合,这表明子宫动脉完全缺乏血流。此外,其中一只动物在右子宫动脉中形成动脉瘤,这在T2血管造影中首次被观察到。

用宫腔镜进行阴道检查显示子宫颈和阴道呈粉红色,阴道粘膜无病变。正如预期的那样,由于羊子宫颈的形态特征,不可能评估阴道吻合部位,这不允许宫腔镜通过它。在该研究的十分之三的动物中,子宫颈完全关闭。

在移植手术后一个月也进行了探索性腹腔镜检查。 8只动物遇到腹部粘连;然而,在其中三个中,粘连的程度是显著的。为了避免损伤邻近器官,这些病例采用细致的清晰解剖。阴道和血管吻合部位似乎完全愈合,充满子宫 - 卵巢静脉和脉动子宫动脉。此外,除一只动物外,所有动物的移植物的总体形态,颜色,质地和大小均正常。该母羊的子宫具有浅黄色,坚硬的一致性和纤维状外观,属于同一动物,在血管造影和超声检查中显示出异常。该个体未被排除在研究之外,但被安乐死用于死后分析。在随后的尸检中,报告了该子宫的动脉血管栓塞。

生育和后代
其余9只移植的母羊和对照组的5只母羊在激素诱导后进行人工授精。

进行检查以确定授精后第40天的妊娠。在所有对照动物和9只移植的母羊中的6只中,腹部超声显示怀孕。连续胎儿双顶径和肾长度测量的值与胎儿的胎龄一致,显示组之间没有显著差异。对照组的两只母羊在剖腹产计划日期之前生下了健康的雌性羔羊(在怀孕的第140天和第141天)。在怀孕的第141天,一只移植的母羊表现出劳动引发的迹象,伴有不安行为,定期腹部收缩和阴道扩张。 8小时后,停止腹部收缩并进行剖腹产手术。胎儿已经死亡,没有出现浸渍或先天性畸形的迹象。剩余的怀孕动物(对照和移植)在妊娠142天进行了剖腹产手术,均进行了单胎妊娠。根据他们估计的孕龄,兄弟姐妹数(在所有情况下一个)和性别,适当地发展羔羊,显示生命体征。在对照组和移植组的新生羔羊中发现心率,胎儿体重和冠臀长度相似,没有显著差异。

宏观检查和组织学
在一个月的随访中获得的腹腔镜图像与移植动物的宏观检查结果之间存在良好的相关性,除了在粗略检查中作者发现更多的腹部粘连。在移植组中,包括非怀孕的母羊,在宏观上,子宫和卵巢的形态,颜色和一致性与对照动物相似,并且发现了显露血管吻合术。然而,在两组之间发现有关腹部粘连的统计学显著差异,即在移植组中腹部粘连更显著。所有移植的子宫均显示阴道吻合处有轻微狭窄,未显示对照组。

组织学报告描述了两组样本中子宫和子宫颈的正常结构。在任何样本中均未观察到细胞碎片,坏死,血管淤滞,水肿或动脉炎的细胞凋亡,除了作者在子宫内膜中观察到一些坏死区域(图6)和许多充满含铁血黄素的巨噬细胞(图6)。 7)。该样本属于怀孕移植的动物,该动物进入分娩并最终遭受了痣痕迹。与对照组不同,移植的子宫沿着子宫壁显示出纤维化的斑片状区域。

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图6
x10苏木精 - 伊红染色。 子宫内膜的坏死。

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图7
x10马森的三色与浅绿色污渍。子宫内膜充满含铁血黄素的巨噬细胞。

讨论
辅助生殖技术的最新进展,如体外受精(IVF),激素刺激和卵胞浆内单精子接种(ICSI)改善了男性和女性的不育治疗,但绝对子宫因子不孕症(AUFI)的女性仍未得到治疗。患有AUFI的妇女要么没有子宫或畸形(先天性或外科手术),这会干扰胚胎的植入或怀孕至术语的能力13,18。据估计,500名育龄妇女中有1名经历了AUFI12,影响了世界人口中近150万妇女15,19。直到最近,AUFI女性才能生育孩子的唯一方法是通过收养或妊娠代孕15。

虽然许多患者可能对这些替代方案感到满意,但由于限制性采用或代孕法,文化规范,个人价值观或其他道德和经济原因,采用和妊娠代孕可能是其他人无法接受或不可接受的。因此,子宫移植已经成为这些AUFI女性的一种全新的潜在治疗方法,此外,据报道,人类子宫移植后的11例活产儿就是基于事实的概念,对于这类女性而言不孕不育。

在半个多世纪前第一次成功进行肾移植后,移植手术得到了广泛的发展。此外,在20世纪80年代引入环孢菌素导致器官移植存活率显著提高22。在过去的十年中,器官移植,微血管吻合术和免疫抑制药物已经取得了不断的进展,使得器官移植手术不再局限于那些依赖这些重要器官维持生命的人。移植手术还扩展到包括其他器官或组织,这将改善患者的生活质量23,如face24,hand25,26,腹壁27和喉部移植。子宫移植现已纳入这一新的生活质量改善移植组19,29,30,其主要目的是治疗不孕症,而不育症又与生活质量的恶化有关31。这种情况也被认为是一种可能给予生命的移植。另外,子宫移植是第一次临时器官移植,因为同种异体移植物将在给定的一段时间内保持,即直到接受者达到所需的家庭大小。因此,这种缩短的移植物时间暴露可以最大限度地减少免疫抑制药物的长期副作用。

就像其他器官一样,子宫的移植可以通过活体捐献者或已故的捐献者进行,但到目前为止,只有在活体捐献者移植后才发生儿童的出生。活体供体是有利的,因为它使得能够根据理想供体和接受者的最佳健康状况来安排手术。此外,供体和受体的手术室可以在附近,这与基本上最小化冷缺血时间相关,从而降低移植后移植物并发症的风险并提高移植物存活率。然而,由于活体捐献者的子宫采购涉及麻醉风险和手术并发症5,6,20,32,作者认为采用微创方法进行子宫恢复将是更合适的伦理和安全方法。

微创手术通常用于各种医学领域,包括妇科和移植手术。一些作者已经证明,用于从活体供体获得的移植物的微创手术技术实现了与开放手术相似的结果,同时为供体提供了额外的优势8。事实上,腹腔镜手术一直被用于肝脏肾脏胰腺活体供体移植的器官采购程序,为捐赠者提供了一种安全有用的方法,减少了住院时间和发病率8。几乎所有在动物模型或人类中进行的子宫移植研究都是通过开放手术进行的,除了最近的一例子宫取出,使用机器人或腹腔镜辅助11,33。

虽然在几个实验模型中进行了子宫移植主题的研究,包括啮齿动物34-41,大型国内物种29,42-56,以及最近的非人灵长类动物57-61,但是第一次观察和关键测试是在啮齿动物中进行的,然后将这些试验的结果应用于大型家畜研究中,血管系统和盆腔器官的尺寸更接近人类16。

绵羊模型已被其他作者用于子宫移植领域42,44-54。该模型是转化妇科和儿科研究和外科教育中最常开发的模型之一,并且它正逐渐成为犬和非人灵长类动物模型以及其他较小模型(如啮齿动物)的可靠替代品。绵羊模型不仅非常适合其与人类的生殖功能和生理相似性62,63,而且还因其可用性,降低成本和对其他物种的伦理限制。在作者的案例中,除了上述情况之外,作者开发了一种用于子宫移植的绵羊模型,因为这种家畜的胎儿生长是众所周知的。这一事实将使作者能够评估妊娠期随访期间的胎儿发育情况。值得注意的是,除了生殖系统的解剖结构之外,所有这些先前提到的用于描述绵羊动物模型的特征也可以归因于猪模型。瑞典子宫移植研究小组首次使用猪模型实现大型动物子宫移植模型,成功率低于20%55。猪移植的这种低成功率可能是由于吻合子宫动脉和静脉的口径非常小,并且与这些部位相关的血栓形成率较高[46,64]。

实验移植研究中的一个重要问题是尽可能多地预防导致移植失败的有害事件。这些潜在的危险事件主要涉及器官采购和移植手术,缺血再灌注,排斥反应和免疫抑制药物的影响。像其他作者46-49,51,53,54一样,作者进行了自体移植以防止排斥和免疫抑制的潜在不利影响,但作者也评估了腹腔镜器官取出手术技术的可行性。本研究是在动物中进行的首次试验,导致腹腔镜移植术后子宫血管吻合术的成功原位移植。一些动物研究已经描述了通过血管吻合术47-49,51,53,54,61,65或网膜固定术 66-68对子宫进行原位自体移植,结果良好。作者同意,尽管Dahm-Kähler等人46和Wei等人52质疑在发生严重坏死之前是否会在这种大小的器官中恢复足够的子宫血流,使用除血管吻合术之外的其他技术。因此,网膜包裹新血管形成不能提供移植子宫正常功能所必需的条件。狗的研究也证实了这一观点,该研究表明自体移植的子宫不能通过网膜固定术 69进行新血管形成。在作者的研究中,作者进行了端对端模式以完成子宫血管的血管吻合术44,45,52,55,56,但这种方法仅限于少数人类病例,其中子宫切除术同时对受者进行30 。

器官移植的另一个重要问题是缺血再灌注损伤。在缺血期,器官无循环,以及在长期缺血后暴露于血流时,移植的器官可能会受损。存在两个热缺血事件(器官恢复和血管吻合)和一个冷缺血时期(器官储存)。由于保留在移植物中的保存溶液提供的部分保护和器官温度的逐渐增加70,第二次热缺血期被认为危害较小。缺血再灌注损伤影响移植成功,这与移植后灌注减少71,移植物功能延迟72,增加排斥反应频率73和增加慢性排斥反应有关74。因此,应采取任何可能的措施来减轻这种损伤的严重程度。在器官储存期间,较低的温度用于最小化缺血性损伤并因此最小化再灌注损伤。此外,供体的血液被冲洗掉并通过保护缓冲液恢复以减少炎症反应的存在并提供抗氧化剂,代谢前体和胶体75。

在作者的研究中,按照通常的器官移植指南,作者在后台手术期间将子宫维持在4°C。许多保存解决方案是商业上可获得的,并且都被设计用于减少细胞稳态的丧失,提供抗氧化剂再灌注防御并允许从缺血能量储存耗尽中快速拯救75。在子宫移植的背景下,许多保存溶液,如Wisconsin42,45,Celsior49,50,Perfadex47,48,组氨酸 - 色氨酸 - 酮戊二酸(HTK)44,51,52,林格氏乙酸盐46,47,肝素化林格氏乳酸盐53和肝素化盐水54已被描述为使用。作者使用肝素化盐溶液冲洗子宫并在后台手术期间保留它,作者的平均感染时间和局部缺血温度与其他作者所描述的相似[50,51]他们也在绵羊模型中进行了研究。当瑞典队做了46-48,50,51时,作者在移除血管钳后缝合阴道吻合术,以减少第二个温暖期的持续时间。虽然细胞对低温,缺血和再灌注反应的主要过程对于所有细胞类型都是相似的76,77,但不同器官之间存在大量的缺血耐受性。例如,临床实践证明,肾脏可以承受长达36小时的冷缺血时间,而心脏则不到6小时30。缺血耐受和再灌注的这种差异可归因于器官特征的变化,例如能量需求,实质细胞活性和免疫细胞的常驻群体47。在子宫移植中推荐的缺血时间尚不清楚,然而,子宫移植缺血再灌注损伤的研究表明,这种器官对缺血具有很强的抵抗力37,47,78。

关于移植物采购的总手术时间,作者的结果显示与在绵羊模型47,51,52中的一系列常规开放手术移植物检索中报道的值相比较低。此外,即使作者的移植物采购总手术时间包括特定的腹腔镜手术操作,例如肺部腹膜创建和套管针插入,作者的执行时间也较短。这可能表明,腹腔镜切除子宫移植器官减少了手术移植物采购的总时间,正如Johannensson等人所建议的那样。然而,当作者将作者的结果与过去使用主动脉贴片50的母羊子宫移植报告进行对比时,作者的时间更长。这可能是因为这些作者收集了整个内部生殖器官的“整块”(涉及腹主动脉血管,髂内动脉和静脉,子宫和卵巢动脉以及子宫卵巢静脉)和使用endostapler横切乙状结肠,以节省暴露和移除整个完整血管分叉的时间。另一方面,作者的研究中平均总手术时间(检索和移植)与Wranning等[47,48,Wei等人,52,Saso等[51]报道的平均总手术时间相比较低)整个手术采用开放式技术。相比之下,将作者的结果与Ramirez等[44]和Gauthier等[50]报道的结果进行比较,他们也用开放技术进行了整个手术,作者的平均总手术时间更长。这基本上是因为他们进行了同种异体移植而不是自体移植。一般来说,进行自体移植需要较长的手术时间,主要是因为器官恢复和器官移植均由同一位外科医生进行16。

在手术期间和术后即刻,没有并发症,这一事实凸显了将显微外科移植与腹腔镜手术相结合的手术安全性。

作者使用血管造影,经阴道超声,腹部彩色多普勒超声,阴道镜检查和探查性腹腔镜检查来评估血管通畅性和移植物存活率。其他作者使用超声52,阴道镜48,50和探查性腹腔镜检查52进行移植物评估;然而,作者是第一个为此目的引入血管造影术的人。另一方面,还描述了磁共振成像50和吲哚青绿荧光成像60,79,80来评估移植的子宫。

值得一提的是,“成功的子宫移植”这一表达应该包括重新开始的子宫周期,以及终止妊娠和生下后代的完整能力16。因此,作者研究的目的之一是确定子宫移植后的生育能力。在羊模型中移植后仅有两例移植物生育能力44,48。一项研究测试了60%的移植配对母羊在自然交配和妊娠发生后移植子宫的生育能力。这些怀孕最终发生在一个小痕迹和两只健康的羔羊48中。在第二项研究中,对5只移植的母羊进行胚胎移植。其中,三次怀孕发生在一次异位妊娠,一次痣痕迹和一次活产44的结果。作者的生育率结果相似,但略好于前面描述的。在作者的研究中,六只移植的母羊在人工授精后怀孕,并导致一个mi疤痕和五个活产。羔羊的大小与母羊对照组相似。

关于组织病理学发现,在所有样本中均没有坏死,水肿,凋亡细胞碎片,血管淤滞和动脉炎,这些都是细胞损伤的急性标志物,作者想表明没有急性缺血和再灌注损伤。在取样时在子宫内。然而,与对照组相比,移植的子宫沿着子宫壁显示出斑片状的纤维化区域。这可以通过移植手术后存在缺血和再灌注损伤的事实来解释,因为纤维化是组织损伤的慢性标记。

结论
本研究强调了腹腔镜手术在活体供者子宫移植中用于绝经子宫不孕症治疗的移植物采购手术的有希望的应用。腹腔镜检查似乎是一种安全,省时,有用且技术上可行的子宫提取外科手术,具有微创手术的额外好处。还证明,在成功进行子宫移植后,可以通过结合腹腔镜检查进行子宫取出和显微外科手术进行血管吻合术来实现妊娠。随着活体捐献者人体子宫移植试验成功率的提高,作者认为腹腔镜移植物提取将很快成为移植领域的现实。然而,子宫移植将作为临床实验程序保留,直到获得足够的经验。

参考:
Laparoscopic uterine graft procurement and surgical autotransplantation in ovine model
1. Johannesson L, Jarvholm S. Uterus transplantation: current progress and future prospects. International journal of women’s health. 2016;8:43–51. doi: 10.2147/IJWH.S75635. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
2. Brannstrom, M. et al. Uterus transplantation: A Rapidly Expanding Field. Transplantation (2017).
3. Testa G, et al. First live birth after uterus transplantation in the United States. Am J Transplant. 2018;18:1270–1274. doi: 10.1111/ajt.14737. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
4. Soares, J. M. J., Ejzenberg, D., Andraus, W., D’Albuquerque, L. A. & Baracat, E. C. First Latin uterine transplantation: we can do it! Clinics71, 627–628, (11)01 (2016). [PMC free article] [PubMed]
5. Brannstrom M, et al. First clinical uterus transplantation trial: a six-month report. Fertil Steril. 2014;101:1228–1236. doi: 10.1016/j.fertnstert.2014.02.024. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
6. Lavoue V, et al. Which Donor for Uterus Transplants: Brain-Dead Donor or Living Donor? A Systematic Review. Transplantation. 2017;101:267–273. doi: 10.1097/TP.0000000000001481. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
7. Brannstrom M, Dahm-Kahler P, Kvarnstrom N. Robotic-assisted surgery in live-donor uterus transplantation. Fertil Steril. 2018;109:256–257. doi: 10.1016/j.fertnstert.2017.12.007. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
8. Berloco PB, et al. Laparoscopy in solid organ transplantation: a comprehensive review of the literature. Il Giornale di chirurgia. 2011;32:293–306. [PubMed] [Google Scholar]
9. Wang Y, Deng L, Cao L, Xu H, Liang Z. The Outcome of Laparoscopy Versus Laparotomy for the Management of Early Stage Cervical Cancer-Meta Analysis. Journal of minimally invasive gynecology. 2015;22:S4–S5. doi: 10.1016/j.jmig.2015.08.019. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
10. Doumerc N, Beauval JB, Rostaing L, Sallusto F. A new surgical area opened in renal transplantation: a pure robot-assisted approach for both living donor nephrectomy and kidney transplantation using transvaginal route. Transpl Int. 2016;29:122–123. doi: 10.1111/tri.12678. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
11. Wei L, et al. Modified human uterus transplantation using ovarian veins for venous drainage: the first report of surgically successful robotic-assisted uterus procurement and follow-up for 12 months. Fertil Steril. 2017;108:346–356 e341. doi: 10.1016/j.fertnstert.2017.05.039. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
12. Milliez J. Uterine transplantation FIGO Committee for the Ethical Aspects of Human Reproduction and Women’s Health. International journal of gynaecology and obstetrics: the official organ of the International Federation of Gynaecology and Obstetrics. 2009;106:270. doi: 10.1016/j.ijgo.2009.03.045. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
13. Hanafy A, Diaz-Garcia C, Olausson M, Brannstrom M. Uterine transplantation: one human case followed by a decade of experimental research in animal models. The Australian & New Zealand journal of obstetrics & gynaecology. 2011;51:199–203. doi: 10.1111/j.1479-828X.2010.01283.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
14. Brannstrom M, Diaz-Garcia C, Johannesson L, Dahm-Kahler P, Bokstrom H. Livebirth after uterus transplantation - Authors’ reply. Lancet. 2015;385:2352–2353. doi: 10.1016/S0140-6736(15)61098-4. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
15. Dahm-Kahler P, Diaz-Garcia C, Brannstrom M. Human uterus transplantation in focus. British medical bulletin. 2016;117:69–78. doi: 10.1093/bmb/ldw002. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
16. Brannstrom M, Diaz-Garcia C, Hanafy A, Olausson M, Tzakis A. Uterus transplantation: animal research and human possibilities. Fertil Steril. 2012;97:1269–1276. doi: 10.1016/j.fertnstert.2012.04.001. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
17. Council, N. R. Guide for care and use of laboratory animals. The National Academies Press, Washington, DC (2010).
18. Brannstrom M. Uterus transplantation and beyond. Journal of materials science. Materials in medicine. 2017;28:70. doi: 10.1007/s10856-017-5872-0. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
19. Brannstrom M. Uterus transplantation. Current opinion in organ transplantation. 2015;20:621–628. doi: 10.1097/MOT.0000000000000246. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
20. Flyckt R, et al. Uterine Transplantation: Surgical Innovation in the Treatment of Uterine Factor Infertility. Journal of obstetrics and gynaecology Canada: JOGC = Journal d’obstetrique et gynecologie du Canada: JOGC. 2018;40:86–93. doi: 10.1016/j.jogc.2017.06.018. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
21. Merrill JP, Murray JE, Harrison JH, Guild WR. Successful homotransplantation of the human kidney between identical twins. Journal of the American Medical Association. 1956;160:277–282. doi: 10.1001/jama.1956.02960390027008. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
22. Cyclosporin in cadaveric renal transplantation: one-year follow-up of a multicentre trial Lancet. 1983;2:986–989. [PubMed] [Google Scholar]
23. Siemionow MZ, Kulahci Y, Bozkurt M. Composite tissue allotransplantation. Plastic and reconstructive surgery. 2009;124:e327–339. doi: 10.1097/PRS.0b013e3181bf8413. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
24. Devauchelle B, et al. First human face allograft: early report. Lancet. 2006;368:203–209. doi: 10.1016/S0140-6736(06)68935-6. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
25. Dubernard, J. M. et al. The first transplantation of a hand in humans. Early results. Chirurgie; memoires de l’Academie de chirurgie124, 358–365; discussion, 365–357 (1999). [PubMed]
26. Dubernard JM, et al. Human hand allograft: report on first 6 months. Lancet. 1999;353:1315–1320. doi: 10.1016/S0140-6736(99)02062-0. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
27. Levi DM, et al. Transplantation of the abdominal wall. Lancet. 2003;361:2173–2176. doi: 10.1016/S0140-6736(03)13769-5. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
28. Birchall MA, et al. 喉 transplantation in 2005: a review. Am J Transplant. 2006;6:20–26. doi: 10.1111/j.1600-6143.2005.01144.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
29. Sieunarine K, et al. Possibilities for fertility restoration: a new surgical technique. International surgery. 2005;90:249–256. [PubMed] [Google Scholar]
30. Brannstrom M, Wranning CA, Altchek A. Experimental uterus transplantation. Human reproduction update. 2010;16:329–345. doi: 10.1093/humupd/dmp049. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
31. Chachamovich JR, et al. Investigating quality of life and health-related quality of life in infertility: a systematic review. Journal of psychosomatic obstetrics and gynaecology. 2010;31:101–110. doi: 10.3109/0167482X.2010.481337. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
32. Fageeh W, Raffa H, Jabbad H, Marzouki A. Transplantation of the human uterus. International journal of gynaecology and obstetrics: the official organ of the International Federation of Gynaecology and Obstetrics. 2002;76:245–251. doi: 10.1016/S0020-7292(01)00597-5. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
33. Puntambekar S, et al. Laparoscopic-Assisted Uterus Retrieval From Live Organ Donors for Uterine Transplant. J Minim Invasive Gynecol. 2018;25:571–572. doi: 10.1016/j.jmig.2017.11.001. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
34. Wranning CA, et al. Rejection of the transplanted uterus is suppressed by cyclosporine A in a semi-allogeneic mouse model. Human reproduction. 2007;22:372–379. doi: 10.1093/humrep/del410. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
35. El-Akouri RR, Molne J, Groth K, Kurlberg G, Brannstrom M. Rejection patterns in allogeneic uterus transplantation in the mouse. Human reproduction. 2006;21:436–442. doi: 10.1093/humrep/dei349. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
36. Racho El-Akouri R, et al. Heterotopic uterine transplantation by vascular anastomosis in the mouse. The Journal of endocrinology. 2002;174:157–166. doi: 10.1677/joe.0.1740157. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
37. Racho El-Akouri R, Wranning CA, Molne J, Kurlberg G, Brannstrom M. Pregnancy in transplanted mouse uterus after long-term cold ischaemic preservation. Human reproduction. 2003;18:2024–2030. doi: 10.1093/humrep/deg395. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
38. Racho El-Akouri R, Kurlberg G, Brannstrom M. Successful uterine transplantation in the mouse: pregnancy and post-natal development of offspring. Human reproduction. 2003;18:2018–2023. doi: 10.1093/humrep/deg396. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
39. Diaz-Garcia C, Akhi SN, Wallin A, Pellicer A, Brannstrom M. First report on fertility after allogeneic uterus transplantation. Acta obstetricia et gynecologica Scandinavica. 2010;89:1491–1494. doi: 10.3109/00016349.2010.520688. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
40. Wranning CA, Akhi SN, Diaz-Garcia C, Brannstrom M. Pregnancy after syngeneic uterus transplantation and spontaneous mating in the rat. Human reproduction. 2011;26:553–558. doi: 10.1093/humrep/deq358. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
41. Diaz-Garcia C, Akhi SN, Martinez-Varea A, Brannstrom M. The effect of warm ischemia at uterus transplantation in a rat model. Acta obstetricia et gynecologica Scandinavica. 2013;92:152–159. doi: 10.1111/aogs.12027. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
42. Gonzalez-Pinto IM, et al. Uterus transplantation model in sheep with heterotopic whole graft and aorta and cava anastomoses. Transplantation proceedings. 2013;45:1802–1804. doi: 10.1016/j.transproceed.2012.08.024. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
43. Avison DL, et al. Heterotopic uterus transplantation in a swine model. Transplantation. 2009;88:465–469. doi: 10.1097/TP.0b013e3181b07666. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
44. Ramirez ER, et al. Pregnancy and outcome of uterine allotransplantation and assisted reproduction in sheep. Journal of minimally invasive gynecology. 2011;18:238–245. doi: 10.1016/j.jmig.2010.11.006. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
45. Ramirez ER, Ramirez DK, Pillari VT, Vasquez H, Ramirez HA. Modified uterine transplant procedure in the sheep model. Journal of minimally invasive gynecology. 2008;15:311–314. doi: 10.1016/j.jmig.2008.01.014. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
46. Dahm-Kahler P, et al. Transplantation of the uterus in sheep: methodology and early reperfusion events. The journal of obstetrics and gynaecology research. 2008;34:784–793. doi: 10.1111/j.1447-0756.2008.00854.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
47. Wranning CA, et al. Transplantation of the uterus in the sheep: oxidative stress and reperfusion injury after short-time cold storage. Fertil Steril. 2008;90:817–826. doi: 10.1016/j.fertnstert.2007.07.1340. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
48. Wranning CA, et al. Fertility after autologous ovine uterine-tubal-ovarian transplantation by vascular anastomosis to the 髂外血管. Human reproduction. 2010;25:1973–1979. doi: 10.1093/humrep/deq130. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
49. Tricard J, et al. Uterus tolerance to extended cold ischemic storage after auto-transplantation in ewes. European journal of obstetrics, gynecology, and reproductive biology. 2017;214:162–167. doi: 10.1016/j.ejogrb.2017.05.013. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
50. Gauthier T, et al. Uterine allotransplantation in ewes using an aortocava patch. Human reproduction. 2011;26:3028–3036. doi: 10.1093/humrep/der288. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
51. Saso S, et al. Achieving uterine auto-transplantation in a sheep model using iliac vessel anastomosis: a short-term viability study. Acta obstetricia et gynecologica Scandinavica. 2015;94:245–252. doi: 10.1111/aogs.12550. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
52. Wei L, et al. Modified uterine allotransplantation and immunosuppression procedure in the sheep model. PloS one. 2013;8:e81300. doi: 10.1371/journal.pone.0081300. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
53. Andraus W, et al. Sheep Model for Uterine Transplantation: The Best Option Before Starting a Human Program. Clinics. 2017;72:178–182. doi: 10.6061/clinics/2017(03)08. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
54. Solomonov, E., Marcus Braun, N., Siman-Tov, Y. & Ben-Shachar, I. Team preparation for human uterus transplantation: Autologous transplantation in sheep model. Clinical transplantation31 (2017). [PubMed]
55. Wranning CA, et al. Auto-transplantation of the uterus in the domestic pig (Sus scrofa): Surgical technique and early reperfusion events. The journal of obstetrics and gynaecology research. 2006;32:358–367. doi: 10.1111/j.1447-0756.2006.00426.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
56. Sieunarine K, et al. Is it feasible to use a large vessel patch with a uterine allograft en bloc for uterine transplantation? International surgery. 2005;90:257–261. [PubMed] [Google Scholar]
57. Adachi M, et al. Evaluation of allowable time and histopathological changes in warm ischemia of the uterus in cynomolgus monkey as a model for uterus transplantation. Acta obstetricia et gynecologica Scandinavica. 2016;95:991–998. doi: 10.1111/aogs.12943. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
58. Kisu I, et al. A new surgical technique of uterine auto-transplantation in cynomolgus monkey: preliminary report about two cases. Archives of gynecology and obstetrics. 2012;285:129–137. doi: 10.1007/s00404-011-1901-2. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
59. Mihara M, et al. Uterine autotransplantation in cynomolgus macaques: the first case of pregnancy and delivery. Human reproduction. 2012;27:2332–2340. doi: 10.1093/humrep/des169. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
60. Mihara M, et al. Uterus autotransplantation in cynomolgus macaques: intraoperative evaluation of uterine blood flow using indocyanine green. Human reproduction. 2011;26:3019–3027. doi: 10.1093/humrep/der276. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
61. Enskog A, et al. Uterus transplantation in the baboon: methodology and long-term function after auto-transplantation. Human reproduction. 2010;25:1980–1987. doi: 10.1093/humrep/deq109. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
62. Dobrowolski W, Hafez ES. Ovariouterine vasculature in sheep. American journal of veterinary research. 1970;31:2121–2126. [PubMed] [Google Scholar]
63. Janson PO, et al. Blood flow in the 卵巢 and adjacent structures of the non-pregnant sheep. Acta endocrinologica. 1983;103:259–265. doi: 10.1530/acta.0.1030259. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
64. Brannstrom M. The Swedish uterus transplantation project: the story behind the Swedish uterus transplantation project. Acta obstetricia et gynecologica Scandinavica. 2015;94:675–679. doi: 10.1111/aogs.12661. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
65. Johannesson L, et al. Uterus transplantation in a non-human primate: long-term follow-up after autologous transplantation. Human reproduction. 2012;27:1640–1648, d. doi: 10.1093/humrep/des093. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
66. Zhordania IF, Gotsiridze OA. Vital Activity of the Excised Uterus and Its Appendages after Their Autotransplantation into Omentum. Experimental Research. Acta chirurgiae plasticae. 1964;6:23–32. [PubMed] [Google Scholar]
67. O’Leary JA, Feldman M, Gaensslen DM. Uterine and tubal transplantation. Fertil Steril. 1969;20:757–760. doi: 10.1016/S0015-0282(16)37148-5. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
68. Scott JR, Pitkin RM, Yannone ME. Transplantation of the primate uterus. Surgery, gynecology & obstetrics. 1971;133:414–418. [PubMed] [Google Scholar]
69. Paldi E, Gal D, Barzilai A, Hampel N, Malberger E. Genital organs. Auto and homotransplantation in forty dogs. International journal of fertility. 1975;20:5–12. [PubMed] [Google Scholar]
70. Feuillu B, et al. Kidney warming during transplantation. Transpl Int. 2003;16:307–312. doi: 10.1111/j.1432-2277.2003.tb00305.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
71. Menger MD, Rucker M, Vollmar B. Capillary dysfunction in striated muscle ischemia/reperfusion: on the mechanisms of capillary “no-reflow” Shock. 1997;8:2–7. doi: 10.1097/00024382-199707000-00002. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
72. Quiroga I, et al. Major effects of delayed graft function and cold ischaemia time on renal allograft survival. Nephrology, dialysis, transplantation: official publication of the European Dialysis and Transplant Association - European Renal Association. 2006;21:1689–1696. doi: 10.1093/ndt/gfl042. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
73. Totsuka E, et al. Synergistic effect of cold and warm ischemia time on postoperative graft function and outcome in human liver transplantation. Transplantation proceedings. 2004;36:1955–1958. doi: 10.1016/j.transproceed.2004.08.068. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
74. Schwarz A, et al. Risk factors for chronic allograft nephropathy after renal transplantation: a protocol biopsy study. Kidney international. 2005;67:341–348. doi: 10.1111/j.1523-1755.2005.00087.x. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
75. Muhlbacher F, Langer F, Mittermayer C. Preservation solutions for transplantation. Transplantation proceedings. 1999;31:2069–2070. doi: 10.1016/S0041-1345(99)00265-1. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
76. Boutilier RG. Mechanisms of cell survival in hypoxia and hypothermia. The Journal of experimental biology. 2001;204:3171–3181. [PubMed] [Google Scholar]
77. Jassem W, Fuggle SV, Rela M, Koo DD, Heaton ND. The role of mitochondria in ischemia/reperfusion injury. Transplantation. 2002;73:493–499. doi: 10.1097/00007890-200202270-00001. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
78. Wranning CA, Molne J, El-Akouri RR, Kurlberg G, Brannstrom M. Short-term ischaemic storage of human uterine myometrium–basic studies towards uterine transplantation. Human reproduction. 2005;20:2736–2744. doi: 10.1093/humrep/dei125. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
79. Kisu I, et al. Indocyanine green fluorescence imaging in the pregnant cynomolgus macaque: childbearing is supported by a unilateral 子宫动脉 and vein alone? Archives of gynecology and obstetrics. 2013;288:1309–1315. doi: 10.1007/s00404-013-2910-0. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
80. Kisu I, et al. Indocyanine green fluorescence imaging for evaluation of uterine blood flow in cynomolgus macaque. PloS one. 2012;7:e35124. doi: 10.1371/journal.pone.0035124. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]
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